본문 바로가기
Coffee Chemistry

커피 다당류 및 기타 탄수화물 (2019)

by mjcafe 2025. 4. 1.

 

 

 

 19.1  Introduction

 

  • 多糖類(Polysaccharides)는 커피 생두에 존재하는 주요 탄수화물로, 건조 중량의 약 50%를 차지한다.
  • 갈락토만난(Galactomannans), II형 아라비노갈락탄(type II arabinogalactans), 셀룰로오스(cellulose)가 가장 풍부한 것들이다.
  • 다른 탄수화물은 주로 蔗糖(sucrose)으로, 4~8%를 차지하며,
    라피노스(raffinose), 스타키오스(stachyose)와 같은 올리고당들(oligosaccharides)과 단당류(monosaccharides)가 소량 포함되어 있다.
  • 로스팅하는 동안 수쿠로스는 완전히 분해되고, 다른 저분자량 탄수화물도 분해된다.
  • Galactomannans와 arabinogalactans 구조도 로스팅 과정에서 탈중합(depolymerization), 탈분지(debranching), 탈수(dehydration), 이성질화(isomerization), 중합(polymerization)(비효소적 트랜스글리코실화를 통해) 반응이 발생하여 변화한다.
  • Galactomannans와 arabinogalactans이 관련된 非酵素的 트랜스글리코실化 반응(non-enzymatic transglycosylation reactions)이 발생하면 아라비노갈락탄-갈락토만난 하이브리드 다당류가 생성된다.
  • 커피콩을 로스팅하는 동안 갈락토만난과 아라비노갈락탄, 그리고 蔗糖은 커피 소비의 건강상의 이점과 관련된 고분자량 질소 갈색 화합물인 멜라노이딘(melanoidins)의 형성에 관여한다.
  • 본 장에서는 커피 생두와 로스팅된 커피 탄수화물의 구조적 특징과 풍부함, 그리고 추출액(brew)으로의 추출가능성(extractability)을 제시하여 29장에서 멜라노이딘(melanoidins)에 대한 프레젠테이션과 논의를 위한 길을 연다.

 

 

 19.2  Green Coffee Polysaccharides 
          and Other Carbohydrates

 

  • 탄수화물은 가장 상용화된 커피 種인 Coffea arabica (아라비카)와 Coffea canephora (로부스타)의 경우 커피 생두 건조 중량의 59~61%를 차지한다.
  • 다당류(Polysaccharides)는 ➡ 가장 풍부한 탄수화물(50~54%)이며, 그 다음은 자당(4~8%)이다. [1]
  • 주요 寡糖類 (올리고당, oligosaccharide) (>90%)인 蔗糖(sucrose) 외에도, 커피 생두에는 소량의 raffinose (≤0.9%)와 stachyose (≤0.13%)가 존재한다.
  • 또한 과당(fructose), 포도당(glucose), 갈락토스(galactose), 아라비노스(arabinose)를 포함한
    소량의 단당류(monosaccharides)가 존재하며, 건조 중량의 0.2~0.5%를 차지한다. [2]
  • 커피 생두의 전체 다당류 부분은 주로 만노스(mannose)로 구성되며, 그 다음으로 갈락토스, 포도당, 아라비노스가 뒤따른다 (Table 19.1).
  • 이러한 단당류 잔류물들은 커피 생두에 존재하는 세 가지 주요 다당류
       ⊙ galactomannans,
        type II  arabinogalactans,
        cellulose의 구성 요소이다.
  • 이들은 각각 콩의 건조 중량의 22%, 14–17%, 8%를 차지한다. [1,3] 
  • Type II arabinogalactans의 경우 값들은 각각 커피 種과 관련이 있는데,
         아라비카의 경우 14%,
         로부스타의 경우 17%이다. [3]

 

아라비카와 로부스타 커피 생두 다당류의 단당류 조성

 

  • 커피 다당류(polysaccharides)의 일부(1.85%)만이 커피 생두로부터 뜨거운 물로 추출할 수 있으며,
    arabinogalactans가  galactomannans 보다 수용성이 더 높다.[4]
  • 뜨거운 물로 추출되는 galactomannans는 커피 생두에 존재하는 다당류의 24%를 차지하는 반면,
                                   arabinogalactans는 57–69%를 차지한다. [5,6]
  • 열수 추출할 수 있는 생두 갈락토만난은 (β1→4)-linked d-mannose residues의 주요 백본으로 구성되며, 일부는 O-6에서 α-d-galactose 또는 l-arabinose의 단일 잔기(single residues)로, O-2 및/또는 O-3에서 아세틸基(acetyl groups)로 치환된다 (Figure.19.1A). 
  • 만노스 잔기(Mannose residues)는 단독으로 아세틸화되거나 디-아세틸화될 수 있으며, 아세틸基(acetyl groups)는 연이은  잔기(consecutive residues)에 존재할 수 있다. 
  • 또한 (β1 → 4)-linked d-glucose residues는 mannan backbone의 구성 요소이다.[7]
  • 커피 arabinogalactans의 더 높은 수용성은 더 높은 분지화 정도와 관련이 있다.
  • 열수 추출이 가능한 커피 생두 arabinogalactans는 (β1→3)- linked d-galactose residues의 주요 백본으로 구성되며, 일부는 O-6에서 (β1→6)- linked d-galactose residues의 짧은 사슬로 치환된다 (Figure 19.1B).
  • 이 짧은 사슬의 galactose residues는 α-l-arabinose, α-l-rhamnose, 그리고 β-d-glucuronic acid residues의 다양한 조합으로 치환된다. [8]
  • 커피 생두의 arabinogalactans는 단백질과 공유 결합되어(covalently linked) arabinogalactan-proteins (AGPs)를 형성한다. [9]

 

커피 생두의 열수 추출에 의해 분리된 갈락토만난(A)과 아라비노갈락탄(B)

 

 

 19.3 Roasting-induced Changes

  • 커피 생두의 로스팅은 커피 프로세싱에서 가장 중요한 단계이다.
  • 로스팅하고 분쇄한 커피콩으로부터 열수로 추출하여 만든 커피액(brew)의 특징적인 아로마, 맛, 색상은 로스팅 공정에 따라 크게 결정된다.[1]
  • 이런 처치 과정에서 커피 생두는 녹색에서 갈색으로 색상이 바뀌고, 콩의 부피가 늘어나며, 세포벽에 더 큰 미세 기공이 나타나는 등 여러 가지 물리적 변화를 겪는다. [1,10]
  • 또한 콩 내부에서 여러 가지 화학 반응이 일어나 탄수화물을 포함한 구성 요소의 구조가 변경된다.

 

 19.3.1 Structural Changes of Carbohydrates

 

  • 커피 생두의 주요 저분자량 탄수화물인 자당(Sucrose)은 로스팅 중에 거의 완전히 분해된다. [1]
  • 아라비카 커피 콩의 다당류 함량은 로스팅 정도에 따라 생두의 함량보다 12~40% 낮다.[11]
  • Arabinogalactans는 커피 다당류 중에서 분해에 가장 취약하며, 주로 측쇄로 존재하는 아라비노스 잔류물(arabinose residues)에 영향을 미친다. [4,6,11]
  • 또한 Arabinogalactans의 탈중합(depolymerization)이 로스팅 중에 발생하며, 가벼운 로스트 후에도 분자량이 감소한다.[11]
  • 커피빈 galactomannans가 arabinogalactans 보다 더 저항성이 있는 것으로 알려져 있지만 [12],
    galactomannans도 커피빈의 로스팅 동안 구조적 변형을 겪기도 한다.
  • 로스팅된 커피 galactomannans는 카라멜화, 이성질화, 산화, 탈탄산 마이야르 반응의 발생으로 환원 말단(reducing end)에서 변형된다.
  • 이는 뜨거운 물에 녹는 로스트 커피 galactomannans의 β-endo-mannanase 가수분해(hydrolysis)로 얻은 올리고당의 환원 말단(reducing end)에서 1,6-β-안히드로만노스(anhydromannose), 만논산(mannonic acid), 아라비노닉산(arabinonic acid), 아마도리 화합물(Amadori compounds) 등의 발생에 의해 관찰되었다 (Figure 19.2).[13]
  • Arabinogalactans와 유사하게 galactomannans는 커피 로스팅 중에 탈중합(depolymerization) 및 탈분지화(debranching)를 겪는다. [4–6,14]

  • 로스트 커피 다당류는 복잡하고 다양한 구조적 특징을 가지고 있기 때문에, 로스팅에 의해 유도된 구조적 변형에 대한 이해는 갈락토만난과 아라비노갈락탄을 모방한 모델 올리고당을 사용하여 수행되었으며, 이를 여러 시간 동안 200°C에서 건조 가열했다.

 

로스트 커피 갈락토만난의 환원말단에서 식별된 구조적 변형들

 

  • Galactomannans와 구조적으로 관련된 중합도(degree of polymerization, DP) 3의 올리고당인
    (β1→4)-mannotriose (Man3)의 건조 가열은 다양한 새로운 화합물의 형성으로 이어졌고 (Figure 19.3),
    이는 탈중합, 탈수 및 Man3에 비해 더 높은 DP를 갖는 올리고당의 형성으로 인해 발생했다. [15]
  • 전기방사 질량 분석법(electrospray mass spectrometry)으로 확인된 DP4~DP8을 갖는 올리고당의 발생은 이러한 화합물이 비효소적 트랜스글리코실化 반응 (non-enzymatic transglycosylation reactions)을 통해 형성되어야 함을 보여주었다.
  • 마찬가지로, arabinogalactans의 아라비노스(arabinose) 측쇄와 구조적으로 관련된 올리고당인
    (α1→5)-arabinotriose (Ara3)의 건조 가열은 Ara3에 비해 더 높은 DP를 갖는 올리고당의 형성을 촉진했다. [16]
  • 이러한 결과는 동일한 유형의 다당류를 포함하는 커피 로스팅 중에 비효소적 트랜스글리코실化 반응이 발생할 가능성을 뒷받침한다.

 

 

  • Man3와 Ara3의 건조 가열된 혼합물은 커피 로스팅 중에 galactomannans와 arabinogalactans의 아라비노스 측쇄 사이에 비효소적 트랜스글리코실化 반응이 발생할 가능성을 보여주었다. [17]
  • 이러한 혼합물의 건조 열 처리로 최대 18개 잔기들의 중합도를 갖는 펜토스와 헥소스 잔기들로 구성된 올리고당과 다당류의 형성이 촉진되며, 여기에는 arabinan–mannan 하이브리드 폴리당이 포함된다.
  • 또한, 아라비노스 이성질화(arabinose isomerization)에서 유래된 것으로 추정되는 terminally and 5-linked ribose와 마찬가지로 새로운 유형의 mannose와 mannose의 글리코시드 결합(glycosidic linkages)이 열 처리 후에 형성된다.
  • 자일로스(Xylose)와 라이소스(lyxose)도 만노스(mannose)로부터 형성된다 (Figure 19.4).

 

Figure 19.4 커피 로스팅 중에 발생하여 새로운 탄수화물 구조들을 유발할 것으로제안된 반응들.
(A) 6-Man 연결을 형성하는 아라비노스 (Ara)와 만노스(Man) 잔기들이 관여되는 트랜스글리코실化 반응;
(B) 글루코스(Glc), 자이로스(Xyl), 그리고 라이소스 (Lyx)의 형성을 초래하는 이성질체화 및 산화적 탈카르복실화 반응;
(C) 아라비노스의 이성질체화 반응과 리보스 (Rib) 형성의 수반.

 

  • 비효소적 트랜스글리코실화 반응의 발생은 볶은 커피 샘플에서도 관찰되었으며, 이는 커피 로스팅 중에 arabinogalactan–galactomannan 하이브리드 다당류가 형성되었음을 뒷받침한다 (Figure 19.5). [17]
  • Galactomannans와 arabinogalactans 사이에 형성된 이러한 하이브리드 구조는 멜라노이딘(melanoidin) 구조에 통합될 수 있다. [18,19]
  • 커피 멜라노이딘의 정확한 구조는 불분명하지만, 이러한 화합물은 커피 소비의 건강상의 효익과 관련이 있다 (29장 참조).

커피 로스팅 중에 형성되는 갈락토만난-아라비노갈락탄 하이브리드 다당류의 제안된 구조

 

 

 19.3.2 Differences in Thermal Stability of 
            Coffee Galactomannans and Arabinogalactan

 

  • Galactomannans와 type II arabinogalactans는 커피 로스팅 동안 다른 안정성을 보인다 (Figure 19.6).
  • 3시간 동안 160, 180, 200, 220, 240°C의 등온(Isothermals)을 통해 두 커피 다당류의 장기 열 저항성을 평가할 수 있다. [20]
  • 커피 galactomannans의 등온 동안(그림 19.6A), 0~10분 사이에 초기 질량 손실 단계가 발생한다 (약 6~8%). 이는 흡착된 물의 손실 때문이다.
  • 이러한 질량 손실 후 3시간 동안 200°C 미만의 온도에서는 변화가 발생하지 않으며, 220°C와 240°C에서 로스팅할 경우 각각 4%와 10%의 변화가 발생한다.
  • Galactomannans는 최대 3시간의 장기 노출 동안 200°C 이하의 온도에서 열적으로 안정적이며, 커피 로스팅 과정은 일반적으로 약 200°C의 온도에서 수행된다는 점을 고려하면, 커피콩을 로스팅하는 동안 갈락토만난이 열 안정성을 유지할 것으로 예상할 수 있다.
  • 200°C에서 최대 3시간 동안 명백한 중량 감소는 없지만, 폐커피찌꺼기(spent coffee grounds, SCG) 갈락토만난의 구조적 변화가 발생한다.

 

(A) 커피 갈락토만난, (B) 커피 알라비노갈락탄의 여러 등온들에서의 열기록도들

 

 

  • 커피 arabinogalactans의 다양한 등온 중량 감소 곡선(Figure 19.6B)에서도, galactomannans 열중량 측정 프로파일에서 관찰된 것처럼, 두 가지 주요 질량 손실 단계가 있다.
  • 첫번째는 0~6분 사이에 발생한다 (220°C 및 240°C를 제외한 모든 등온의 경우 5%). 이는 물 손실에 기인한다.
  • 200°C에서는 가수분해 반응에서 소모되기 때문에 손실되는 물의 양이 약간 감소한다.
  • 이 효과는 220°C에서 매우 분명하게 나타나며, 가열 첫 1분 동안 물의 1/3만 손실되었다.
    220°C에서는, 이 단계에서 다당류가 동시에 분해되기 때문에 질량 손실이 이전 단계만큼 명확하게 정의되지 않았다.
  • 240°C에서는, 로스팅 첫 30분 동안 더 높은 수준의 질량 손실(23%)이 관찰되었다.
  • 모든 온도에서 6~210분 사이에 발생하는 질량 손실은 다당류 분해에 기인할 수 있다.
  • 이 손실은 160°C 및 180°C에서 수행한 실험의 경우 약 6%, 200°C 및 220°C에서 수행한 실험의 경우 9% 및 10%, 240°C에서 수행한 실험의 경우 46%이다.

  • 커피 arabinogalactans는 최대 3시간 동안 장기 노출 시 180°C 이하의 온도에서 열적으로 안정하며, 이는 커피 galactomannans에서 관찰되는 200°C보다 낮은 온도이다.
  • 커피 로스팅 공정이 일반적으로 약 200°C의 온도에서 수행된다는 점을 고려할 때, 커피 로스팅 중에 arabinogalactans가 분해될 것으로 예상할 수 있으며, 이는 온도에 더 강한 galactomannans와 대조적이다.

 

  • 열분해의 활성 에너지 activation energy (Ea) (Figure 19.7)가 등온 열중량 분석에 의해 얻어진 온도기록도(thermograms)를 기준으로 계산되며, 다음 등가 방정식의 ln(m) vs. 1/T 도표를 사용한다. 

    the equivalent equation: ln(m) = −(Ea/ R)/T + constant,

    where m = 다른 온도 기록도들에서 얻어진 기울기, 
               T  = 그 온도기록도에 기록된 온도, K로 표시, 그리고 
               R = 기체 상수 (8.314 × 10−3 kJ K−1 mol−1). 

  • 추정된 열분해의 Ea  
           커피 galactomannans의 경우는 137 kJ mol−1, 그리고  
           커피 arabinogalactans의 경우는 89 kJ mol−1
  • 이 차이는 커피 galactomannans가 커피 arabinogalactans 보다 열 저항성(thermal resistance)이 더 높기 때문이다. 
  • 커피 arabinogalactans의 Ea는 다른 arabinogalactans, 즉 Gum Arabic arabinogalactans의 Ea 값 (71 kJ mol −1) 보다 약간 더 높은데 [20], 이는 로스팅 과정에서 분지가 적은(less branched) 남아 있는 다당류에 부여될 수 있는 더 높은 열 저항성 때문이다.

커피 갈락토만난과 커피 아라비노갈락탄의 열분해 활성 에너지에 대한 결정

 

 

 19.3.3 Changes in Cell Walls and Extractability
            of Coffee Polysaccharides

 

  • 로스팅 과정은 커피 생두와 관련하여 추출되는 커피 다당류의 양을 향상시키는데, 즉, 熱水로 추출되는 다당류의 양 [5]은  로스팅 정도에 따라 상대적인 함량도 변경된다. [4, 6]
  • 커피 생두와 달리 커피 배전두에서 뜨거운 물로 추출되는 다당류는 galactomannans이다. [5,12]
  • Galactomannans와 arabinogalactans의 열수 추출성(hot water extractability) 변화는 로스팅 과정 중 커피콩의 세포벽이 변형되고 다당류 구조가 변경되기 때문이다.
  • 아라비카 빈의 세포벽은 로스팅 중에 더 많이 분해되고 로스팅된 로부스타보다 더 많은 기공을 포함하기 때문에 [21],  아라비카 빈은 다당류 추출 수율이 더 높다.
  • 로스팅 과정은 뜨거운 추출 가능한 다당류의 양을 변화시키지만, galactomannans와 arabinogalactans의 대부분은 셀룰로오스가 풍부한 세포벽 매트릭스와 결합된 상태로 유지된다.
  • 그럼에도 불구하고, 커피콩을 로스팅하면 NaOH 용액을 사용할 때 세포벽 다당류의 추출도 촉진된다. [14,22]
    세포벽 다공성(porosity)의 변화는 로스팅된 분쇄 커피의 추출 과정에서 핵심 요소이다.
  • 에스프레소 마련 전의 焙煎된 분쇄 커피콩의 주사 전자 현미경(scanning electron microscopy, SEM) 이미지(Figure 19.8)(Figure 19.8A)는 세포낭(cell lumen)(어두운 원형 구조)의 직경과 비교했을 때 두꺼운 세포벽(밝은 표면)을 보여준다.
  • 에스프레소 커피를 준비한 후 얻은 폐 커피 찌꺼기(spent coffee grounds, SCG)에서 세포벽의 두께는 높게 유지된다 (Figure 19.8B).
  • SCG를 로스팅하고 NaOH로 추출한 후 남은 잔류물의 SEM 이미지(Figure 19.8C)는 더 잘 정의되고 속이 빈 구조, 아마도 세포벽이 나타나는 것을 보여준다.
  • SCG에서 다당류를 얻는 데 사용된 용매로 물을 사용하여 연속적으로 5회 마이크로파-지원 추출한 후에도 유사한 효과가 나타난다 (Figure 19.8D). [23,24]

 

Figure 19.8 주사 전자현미경 이미지들:
(A) 배전 분쇄커피 (에스프레소 마련 전); (B) 에스프레소 마련 후의 폐 분쇄커피 찌꺼기 (SCG);
(C) 로스팅 및 SCG의 뜨거운 알칼리 추출 후 남은 잔류물; (D) 5회 연속 마이크로웨이브-지원 추출 후 남은 잔류물.

 

 

  • 배전 분쇄된 커피 층을 통과해 고압의 뜨거운 물을 짧은 시간 동안 스며들게 하여 만든 에스프레소 커피는 전 세계적으로 확립된 커피 추출 소비 형태이다.
  • 주로 galactomannans와 arabinogalactans인 에스프레소 커피 다당류는 추출액의 거품 안정성(foam stability)에 중요한 역할을 하는데, 이는 관련 품질 속성이다.
  • Table 19.2는 에스프레소 커피의 총 고형물(total solids)과 탄수화물 함량이 배전도(degree of roast, DR)와 다양한 지리적 원산지의 원두 종류에 따라 어떻게 영향을 받는지 보여준다.
  • 에스프레소 커피의 총 추출 고형물은 DR의 증가와 양의 상관관계가 있지만,
    주로 galactomannans와 arabinogalactans로 구성된 탄수화물 함량은 출처와 관계없이 미디엄 로스팅 조건에서 최대치를 달성하며 아라비카 커피의 탄수화물 수율이 더 높다. [25]

 

두 원산지 에스프레소 커피의 배전도와의 함수로서 추출 총고형물과 탄수화물 함량

 

  • 싱글-도우즈 캡슐 시스템(Single-dose capsule systems)은 다양한 양의 블렌드들, 재현 가능한 추출 조건, 습기 및 산화 과정으로부터 커피 파우더를  보호하여 소비자에게 홈메이드 에스프레소 커피 제조의 편의성을 제공한다. [26]
  • 이러한 에스프레소 커피는 컵당 1.15~1.24 g의 총 고형물을 함유하고 있다 (Table 19.3). [27] 
  • 이는 동일한 양의 커피 파우더와 사용된 물의 양으로 정규화 했을 때 일반 에스프레소 커피의 총 고형물 양과 유사하다. [28]
  • 싱글-도우즈 캡슐 시스템로부터 만든 에스프레소 커피의 탄수화물 함량은 컵당 110~285 g으로 총 고형물의 11~24%를 차지한다 (Table 19.3).
  • 디카페인 블렌드의 탄수화물 함량은 상당히 낮아 카페인이 제거된 과정이 탄수화물 추출성의 차이에 영향을 미칠 수도 있음을 나타낸다. [27]

 

싱글-도우즈 에스프레소 커피 캡슐의 여러 블렌드들(1-7)에서의 탄수화물 함량과 추출된 총 고형물질.\

 

 

 

 19.4  Conclusions

 

  • 커피 탄수화물은 광범위하게 연구되어 커피의 복잡한 화학에 대한 이해가 진전되었다.
  • 여기에는 커피 탄수화물의 구조적 특징과 로스팅에 따른 변형이 포함된다.
  • 로스팅 과정에서 커피 생두의 주요 저분자량 탄수화물인 자당(sucrose)은 거의 완전히 분해되는 반면,
    다당류(polysaccharides)는 12~40% 감소한다.
  • 가장 풍부한 커피 다당류인 Arabinogalactans와 galactomannans는
    구조적 변형, 즉 추출성을 증가시키는 탈중합(depolymerization)과
    비효소적 트랜스글리코실化 반응(non-enzymatic transglycosylation reactions)에 의한 새로운 결합 형성으로 인해 가공할 다당류가 발생한다.
  • 이러한 다당류는 그들의 특성과 그리고 커피와 관련된 가능한 건강상의 효익들, 뿐만 아니라 멜라노이딘 형성에서의 역할을 이해하기 위해 주목할 만하다.

 

 

 References

1. A . Illy, E. Illy, R. Macrae, M. Petracco, M. R. Sondahl, S. Valussi and R. Viani,
    Espresso Coffee: The Chemistry of Quality, Academic Press, London, 1995. 
2. H .-D. Belitz, W. Grosch and P. Schieberle, Food Chemistry, Springer, 4th edn, Berlin, 2009.
3. A . G. W. Bradbury and D. J. Halliday, J. Agric. Food Chem., 1990, 38, 389. 
4. F. M. Nunes and M. A. Coimbra, J. Agric. Food Chem., 2002, 50, 7046. 
5. F. M. Nunes and M. A. Coimbra, J. Agric. Food Chem., 2001, 49, 1773.
6. F. M. Nunes and M. A. Coimbra, J. Agric. Food Chem., 2002, 50, 1429.
7. F. M. Nunes, M. R. Domingues and M. A. Coimbra, Carbohydr. Res., 2005, 340, 1689.  
8. F. M. Nunes, A. Reis, A. M. S. Silva, M. R. M. Domingues and M. A. Coimbra,
    Phytochemistry, 2008, 69, 1573.

9. R . J. Redgwell, D. Curti, M. Fischer, P. Nicolas and L. B. Fay, Carbohydr. Res., 2002, 337, 239. 
10. S. Schenker, S. Handschin, B. Frey, R. Perren and F. Escher, J. Food Sci., 2000, 65, 452. 
11. R . J. Redgwell, V. Trovato, D. Curti and M. Fischer, Carbohydr. Res., 2002, 337, 421. 
12. A . Oosterveld, A. G. J. Voragen and H. A. Schols, Carbohydr. Polym., 2003, 54, 183. 
13. F. M. Nunes, A. Reis, M. R. M. Domingues and M. A. Coimbra,
      J. Agric. Food Chem., 2006, 54, 3428.

14. A . Oosterveld, J. S. Harmsen, A. G. J. Voragen and H. A. Schols, 
      Carbohydr. Polym., 2003, 52, 285.

15. A . S. P. Moreira, M. A. Coimbra, F. M. Nunes, J. Simões and M. R. M. Domingues,
      J. Agric. Food Chem., 2011, 59, 10078. 
16. A . S. P. Moreira, M. A. Coimbra, F. M. Nunes and M. R. M. Domingues,
      Food Chem., 2013, 138, 2291. 

17. A . S. P. Moreira, J. Simões, A. T. Pereira, C. P. Passos, F. M. Nunes,
      M. R. M. Domingues and M. A. Coimbra, Carbohydr. Polym., 2014, 112, 48. 
18. A . S. P. Moreira, F. M. Nunes, M. R. Domingues and M. A. Coimbra,
      Food Funct., 2012, 3, 903. 

19. F. M. Nunes and M. A. Coimbra, J. Agric. Food Chem., 2007, 55, 3967.
20. J. Simões, É. Maricato, F. M. Nunes, M. R. Domingues and M. A. Coimbra,
      Carbohydr. Polym., 2014, 101, 256.

21. C. Gutiérrez, M. D. Ortolá, A. Chiralt and P. Fito,
      Análisis por Meb de la Porosidad del Café Tostado,
      ASIC- Association for Science and Information on Coffee, Paris, 1993, pp. 661–671. 
22. J. Simões, F. M. Nunes, M. R. Domingues and M. A. Coimbra,
      Carbohydr. Polym., 2013, 97, 81. 

23. C. P. Passos and M. A. Coimbra, Carbohydr. Polym., 2013, 94, 626.
24. C. P. Passos, A. S. P. Moreira, M. R. M. Domingues, D. V. Evtuguin and M. A. Coimbra,
      Carbohydr. Polym., 2014, 103, 333. 
25. F. M. Nunes, M. A. Coimbra, A. C. Duarteand and I. Delgadillo,
      J. Agric. Food Chem., 1997, 45, 3238. 

26. A . Parenti, L. Guerrini, P. Masella, S. Spinelli, L. Calamai and P. Spugnoli,
      J. Food Eng., 2014, 121, 112.

27. G. R. Lopes, A. S. Ferreira, M. Pinto, C. P. Passos, E. Coelho, C. Rodrigues, 
      C. Figueira, S. M. Rocha, F. M. Nunes and M. A. Coimbra, Food Res. Int., 2016, 89(part 2), 989. 
28. D. Gniechwitz, N. Reichardt, M. Blaut, H. Steinhart and M. Bunzel,
      J. Agric. Food Chem., 2007, 56, 11027. 

댓글